Évaluation de deux semi-différents

Sep 30, 2023

BMC Infectious Diseases volume 22, Numéro d'article : 790 (2022) Citer cet article

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Dans le diagnostic microbiologique de l'infection articulaire périprothétique (PJI), il n'y a pas de consensus concernant le nombre le plus approprié et optimal d'échantillons à cultiver ou la technique la plus efficace de traitement des tissus. Cette étude comparative a analysé la précision de deux méthodes d'homogénéisation semi-automatisées avec un accent particulier sur le volume et l'origine exacte de chaque échantillon.

Nous avons étudié un total de 722 échantillons de tissus périprothétiques. Le PJI a été défini selon le nouveau système de cotation des critères préopératoires et peropératoires. Nous avons comparé les performances de notre traitement de tissu unique utilisé de manière routinière par un disperseur haute fréquence jetable avec la méthode de broyage à billes.

Quatre-vingts patients ont été inclus. Parmi quarante PJI classés, 34 patients ont donné des résultats de culture positifs. Dans 23 cas (68%) des résultats concordants exacts ont été générés avec les deux techniques. Cependant, dans sept cas (20%) le traitement par le disperseur et dans quatre cas (12%) par le broyage des billes ont fourni des échantillons positifs supplémentaires, mais sans différence significative puisque les critères majeurs de définition étaient remplis dans tous les cas. Le pourcentage de résultats positifs était influencé par le volume et l'origine des échantillons de tissus. Les résultats pour les petits échantillons de tissus avaient tendance à être meilleurs en utilisant la méthode de broyage à billes. Cela pourrait conduire à une amélioration du diagnostic arthroscopique préopératoire, car le volume de biopsies est généralement limité. Six patients avaient des résultats négatifs en raison d'un traitement antimicrobien antérieur. Quarante autres patients ont été classés en échec aseptique. Aucune des deux procédures n'a entraîné de contamination.

Les deux méthodes permettent un traitement fiable des échantillons de tissus pour le diagnostic de PJI et conviennent à une utilisation de routine.

Rapports d'examen par les pairs

Les investigations microbiologiques jouent un rôle clé dans le diagnostic de l'infection articulaire périprothétique (IPA). Contrairement à de nombreuses infections d'organes qui provoquent des symptômes aigus, l'IPJ a souvent une évolution chronique insidieuse. Selon l'articulation et le collectif de patients, ces cas peuvent représenter jusqu'à 50 % du nombre total d'infections (données propres). Les conséquences pour le patient sont considérables puisque presque tous les cas nécessitent tôt ou tard une intervention chirurgicale. Le développement de l'infection est étroitement lié au comportement de croissance variable des agents pathogènes. De nombreux micro-organismes sont capables de coloniser la surface d'un corps étranger, créant un biofilm pour les protéger de leur environnement. Si elles provoquent des infections dans les tissus entourant les dispositifs, les bactéries peuvent survivre sous forme de variantes sessiles ou à croissance lente, ce qui complique le diagnostic et la thérapie [1]. De plus, l'inflammation chronique est histologiquement caractérisée par un tissu de granulation fibreux prédominant, tandis que la proportion de neutrophiles, signe distinctif d'un processus infectieux aigu, est généralement très faible. Cela impose des exigences particulières au laboratoire en termes de méthodes de traitement et de culture. Malheureusement, il n'existe toujours pas de procédures standard pour la transformation ou la culture. Nous avons récemment publié des données sur l'importance des milieux de culture pour le diagnostic de l'IPJ [2, 3].

Il est incontestable que l'homogénéisation semi-automatisée des échantillons de tissus est supérieure à toute méthode manuelle [4]. Cependant, ces méthodes sont encore comparées entre elles dans diverses publications. À notre connaissance, il s'agit de la première étude qui a évalué les performances de deux techniques d'homogénéisation semi-automatisées différentes et leur effet sur le rendement en bactéries, en tenant compte en outre du nombre, du volume et de l'origine des échantillons. Nous avons comparé notre procédure de routine dans laquelle nous traitons des échantillons de tissus uniques par un disperseur haute fréquence jetable avec la méthode de broyage à billes (agitation mécanisée) qui permet la manipulation simultanée de plusieurs échantillons.

Cette étude comparative a été menée entre 2019 et 2020 et a inclus des patients de trois hôpitaux différents avec lesquels notre laboratoire a un accord de coopération pour le diagnostic microbiologique. Nous avons étudié environ 800 échantillons de tissus provenant d'un total de 90 patients, répartis presque également entre les hôpitaux. Les patients avaient subi une arthroplastie de révision de la hanche ou du genou en raison d'une infection présumée ou d'une défaillance aseptique (FA). Nous avons basé notre définition de PJI sur le nouveau système de cotation des critères préopératoires et peropératoires publié par Parvizi et al. [5]. Deux cultures tissulaires positives avec les mêmes microorganismes et/ou la présence d'un conduit sinusal communiquant avec la prothèse ont été considérées comme des critères majeurs d'infection. Les paramètres suivants ont été considérés comme des critères mineurs préopératoires : élévation de la CRP sérique (> 1 mg/dL), des D-dimères (> 860 ng/mL) et de la vitesse de sédimentation des érythrocytes (> 30 mm/h) attribués avec 2, 2 et 1 points. De plus, un nombre élevé de globules blancs dans le liquide synovial (> 3000 cellules/µL), d'alpha-défensine (rapport signal/seuil > 1), d'estérase leucocytaire (++), de pourcentage de polymorphonucléaires (> 80 %) et de CRP synoviale (> 6,9 mg/L) ont reçu respectivement 3, 3, 3, 2 et 1 points. Les patients ayant un score global supérieur ou égal à 6 étaient considérés comme infectés. Pour les patients ayant un score inférieur, les résultats peropératoires d'histologie positive, de purulence et d'une seule culture positive ont été inclus et ont reçu 3, 3 et 2 points. Combiné au score préopératoire, un total supérieur ou égal à 6 était considéré comme infecté, un score final entre 4 et 5 n'était pas concluant et un score de 3 ou moins était considéré comme non infecté. L'analyse histopathologique a été interprétée selon la classification de Krenn et al. [6].

L'étude a été approuvée par le comité d'éthique du Conseil médical général de la Rhénanie du Nord, Düsseldorf, Allemagne. Tous les patients ont donné leur consentement pour participer à cette étude.

Un ensemble minimum de quatre échantillons de tissus par patient et par méthode était une condition préalable à la participation à l'étude. Les prélèvements ont été effectués au niveau de la néo-synovium, du pourtour de l'acétabulum et de divers sites suspects de la membrane périprothétique. Sur la base de l'expérience antérieure, des échantillons de taille ≥ 1 cm3, correspondant à un poids ≥ 1,5 g, étaient requis, à condition que les procédés opératoires le permettent. Chaque échantillon a été prélevé avec un instrument stérile séparé. Tous les échantillons ont été prélevés en salle d'opération à l'aide de différents flacons de transport selon la méthode. Pour les diagnostics de routine, chaque échantillon a été transféré dans un tube de 25 ml stérile emballé individuellement (Sarstedt, Australie) avec un bouchon à vis, et pour la méthode de broyage des billes, un tube de 15 ml rempli de 50 billes de céramique de 2,8/5,0 mm fournies par le fournisseur (Bertin Technologies, USA) a été utilisé. Celui-ci a été emballé individuellement et stérilisé à la vapeur. La stérilisation a été contrôlée et documentée avec des indicateurs de processus ainsi que des bioindicateurs. Pour éviter que les échantillons de tissus ne s'assèchent, chaque flacon a été recouvert (3 à 5 ml selon la taille) dans la salle d'opération avec une solution de chlorure de sodium à 0,9 % à usage unique, séparée et stérile. Tous les échantillons ont été transférés au laboratoire dans les quatre heures.

Au laboratoire, les tubes de 25 ml ont été directement homogénéisés sur un banc à flux d'air laminaire dans les deux heures suivant leur arrivée à l'aide du disperseur T18 Ultra Turrax avec des éléments de dispersion jetables (IKA-Werke, Staufen, Allemagne). Selon la structure tissulaire, la plage de vitesse variait de 5 000 à 10 000 tr/min pendant 30 s. Pour la méthode de broyage des billes, un homogénéisateur Precellys Evolution a été utilisé (Bertin Technologies, Rockville, Washington DC, USA). Les tubes ont été traités directement à l'aide de deux cycles à 7 200 rpm pendant 20 s chacun, interrompus par une pause de 20 s.

Les échantillons de tissus périprothétiques homogénéisés ont été appliqués pour être cultivés sur de la gélose au sang de mouton et de la gélose au chocolat (Oxoid, Basingstoke, Hampshire, Royaume-Uni). Pour les cultures anaérobies, la gélose Schaedler, la gélose Schaedler KV (Oxoid, Basingstoke, Hampshire, Royaume-Uni) et la gélose au sang Columbia (biomérieux, Marcy l'Etoile, France) ont été inoculées et incubées pendant cinq jours. Tous les échantillons ont également été incubés pendant quatorze jours à l'aide d'un bouillon d'infusion cerveau-cœur (BHI, Oxoid, Basingstoke, Hampshire, Royaume-Uni) et d'un milieu de bouillon de thioglycolate incorporé en plus avec du foie digéré et finalement complété avec de l'hémine et du sérum de cheval (LT, SIFIN, Berlin, Allemagne). Pour plus de détails sur cette approche, voir la littérature [2, 3]. En complément, les résultats de toutes les prothèses et composants étudiés n'ont eu aucune influence sur l'étude et ne sont donc pas discutés plus en détail ici.

Les organismes ont été identifiés par spectrométrie de masse à temps de vol avec désorption laser assistée par matrice (MALDI-TOF MS ; BrukerDaltonics, Brême, Allemagne) en utilisant la méthode de transfert direct selon la recommandation du fabricant.

Les données d'homogénéisation par disperseur et broyage des billes ont été analysées statistiquement par le test z à deux proportions à l'aide du logiciel RStudio (version 1.2. 5042). La correction de continuité de Yate a été appliquée pour toutes les bases de données. Les valeurs P inférieures à 0,05 doivent être considérées comme statistiquement significatives.

Dix cas ont été exclus en raison d'un nombre insuffisant d'échantillons. Enfin, une cohorte de 80 patients, 40 avec une prothèse de hanche et 40 avec une prothèse de genou, a été incluse dans l'étude. Au total, 722 échantillons de tissus ont été analysés. Dans 35 cas, les patients présentaient au moins un des critères diagnostiques majeurs de présence d'IPP (Tableau 1). Par ailleurs, cinq patients sans critère majeur avaient un score agrégé de critères mineurs supérieur ou égal à 6 et étaient donc également considérés comme infectés (Tableau 1). Les 40 autres cas n'avaient ni critère majeur de PJI ni score global supérieur à 2 et ont été classés en FA. Pour plus de données démographiques, voir le tableau 1.

Dans le groupe PJI, 34 patients ont donné des résultats de culture positifs. Nous avons traité un total de 308 échantillons de tissus de ces patients, 153 avec le disperseur et 155 avec le broyeur à billes. Dans les échantillons traités avec le disperseur 120 étaient positifs. Le traitement avec le broyeur à billes a donné 121 résultats positifs. En moyenne, nous avons reçu 4,5 échantillons par patient et par méthode, dont 3,5 échantillons positifs (Tableaux 1 et 2B). Cependant, dans six cas, seuls deux échantillons étaient positifs avec les deux méthodes. Chez 23 patients (68 %), nous avons obtenu des résultats de culture identiques avec les deux méthodes, en plus il y avait également une correspondance dans la taille, l'emplacement et les agents pathogènes détectés des échantillons de tissus. Cependant, dans 11 cas, il y avait des différences, mais celles-ci n'étaient liées qu'au nombre d'échantillons de tissus positifs par patient. Dans l'un de ces cas, l'échantillon de tissu qui a donné un résultat positif lors du traitement avec le disperseur était significativement plus grand que l'échantillon traité avec le broyeur à billes. Tous les agents pathogènes ont été identifiés avec les deux méthodes. Les différences se répartissaient comme suit : dans six cas un échantillon et dans un cas deux échantillons étaient en plus positifs lorsque le disperseur était utilisé (Tableau 2 A). D'autre part, dans un cas, un échantillon et dans trois cas, deux échantillons étaient positifs en plus lorsque le broyeur à billes a été utilisé (tableau 2 A). Dans l'ensemble, il n'y avait pas de différence significative dans l'évaluation finale, puisque dans tous les cas, au moins deux échantillons de tissus étaient positifs avec les deux méthodes.

Dans les 34 cas positifs, un total de 51 micro-organismes ont été récupérés. La fréquence de leur apparition est répertoriée dans le tableau 3. Nous avons identifié 25 infections monomicrobiennes et neuf infections polymicrobiennes. Selon les dossiers cliniques, 11 patients ont eu une évolution chronique, dans deux de ces cas, des variantes de petites colonies (SCV) ont été détectées (tableau 3).

Néanmoins, les deux méthodes ont donné des résultats de culture négatifs pour six patients du groupe PJI. Mais tous les patients avaient été traités avec des antimicrobiens en raison de micro-organismes qui avaient été détectés précédemment à partir d'échantillons de tissus ou de liquide synovial (tableau 2 A). Dans ce groupe, 54 échantillons de tissus ont été traités, 27 avec chaque méthode (tableau 2B).

L'analyse spécifique du pourcentage d'échantillons de tissus positifs en fonction du poids n'a révélé aucune différence significative entre les méthodes. Cependant, quelle que soit la méthode, la précision des résultats a diminué proportionnellement à la diminution du poids des échantillons. Les échantillons de tissus avec > 1,5 g avaient un taux positif de 82,0 %, 71/87 pour le disperseur contre 80,0 %, 72/90 pour le broyage des billes, P = 0,79. Pour les échantillons d'un poids de 0,5 à 1,5 g, nous avons noté 77 %, 41/53 pour le disperseur contre 77 %, 37/48 pour le broyage des billes, P = 0,97. Et pour les échantillons d'un poids <0,5 g, nous avons détecté 62 %, 8/13 pour le disperseur contre 71 %, 12/17 pour le broyage de billes, P = 0,60 (tableau 2B).

Dans le groupe AF, les deux techniques ont présenté des résultats de culture négatifs dans les 40 cas. Ici, nous avons traité 180 échantillons de tissus avec chaque méthode. Pour plus d'informations sur la répartition du poids des échantillons de tissus étudiés, voir le tableau 2B.

Un autre aspect de notre étude consistait à enregistrer l'origine de chaque échantillon et son taux de détection de micro-organismes dans le groupe de cas PJI positifs à la culture. Quelle que soit l'articulation, le taux le plus élevé d'échantillons uniques a été prélevé dans la néo-synovium, suivi de l'acétabulum, si la hanche était touchée. Dans le nombre d'échantillons prélevés sur la membrane périprothétique proximale et distale de la tige, il y avait des différences dépendantes des articulations.

En raison du faible nombre de cas, nous n'avons pas différencié les interventions chirurgicales. Nous ne pouvons pas exclure que cela ait eu une influence sur les différents résultats.

Pour un aperçu de la distribution des échantillons positifs, voir Fig. 1.

Vue d'ensemble de la distribution locale des échantillons de tissus positifs à la culture chez les patients atteints d'infection articulaire périprothétique. Gauche : Hanche (n = 17) ; Droite : Genou (n = 17)

L'identification correcte de l'agent causal à partir d'une culture microbiologique est obligatoire pour une thérapie antimicrobienne ciblée de l'IPJ. Cependant, il n'existe actuellement aucun consensus sur plusieurs aspects préanalytiques et analytiques tels que l'échantillon de tissu le plus approprié à cultiver, le nombre optimal d'échantillons étudiés, la méthode de traitement des tissus la plus efficace et enfin, les milieux de culture sensibles appropriés qui permettent également détection de pathogènes exigeants. Nous avons déjà publié des résultats de recherche sur ce dernier [2, 3]. Dans cette étude, nous avons cherché à répondre aux questions ouvertes dans notre collectif de patients.

Dans un premier temps, nous avons enregistré l'origine de chaque échantillon de tissu et sa contribution à la détection d'une infection (Fig. 1). Dans 25 des 34 cas de culture positive, les échantillons de la néo-synovium étaient le meilleur emplacement positif unique. La valeur en particulier de la biopsie synoviale dans le diagnostic de l'IPP à la fois de la hanche et du genou a également été rapportée par Fink et al. [7, 8].

Les spécifications de notre étude pour les emplacements et le volume sont basées sur une évaluation de plusieurs milliers d'échantillons de tissus que nous avons analysés au cours des dernières années (non publiées).

L'un des résultats de cette enquête a été que les biopsies osseuses dans leur ensemble se sont avérées moins appropriées. Cette expérience est confirmée par Larsen et al. qui ont étudié, entre autres questions, la contribution des types d'échantillons dans le diagnostic de PJI [9].

Deuxièmement, dans notre étude, quatre échantillons de tissus ont suffi pour confirmer le diagnostic d'une infection. Ces résultats sont conformes aux rapports de Bemer et al. et Gandhi et al., qui ont tous deux démontré que quatre échantillons sont optimaux, si au moins trois milieux différents dont des flacons d'hémoculture (BCB) sont utilisés [10, 11]. Nous sommes d'accord avec l'importance des milieux de culture, cependant ce n'est pas le nombre mais la composition des nutriments qui compte. Nous renvoyons à nos publications sur ce sujet, notamment en ce qui concerne l'utilisation limitée du BCB [12].

Troisièmement, bien que les échantillons de patients aient été envoyés consécutivement quelle que soit l'évolution des symptômes, nous avons pu identifier les agents pathogènes d'une série d'infections chroniques à cause desquelles les patients avaient dû vivre avec des douleurs liées à la prothèse pendant en moyenne 11 (5 –25) mois avant la chirurgie. Notre traitement a ainsi permis une thérapie efficace ciblée pour ces cas. Cela peut être considéré comme une indication de la validité des deux procédures, car de plus petites quantités de bactéries sont généralement attendues avec ces types d'infection.

De plus, dans le groupe AF, aucune des deux procédures n'a entraîné de contamination, et elles ont donc fourni un résultat spécifique optimal.

La littérature sur les méthodes de traitement est rare. En 2017, Suren et al. ont publié une analyse prospective d'une méthode semi-automatisée d'homogénéisation des tissus utilisant le poste de travail d'entraînement ULTRA-TURRAX avec des tubes contenant dix billes d'acier [13]. Les auteurs ont étudié 38 arthroplasties totales de la hanche et du genou, mais leurs résultats étaient incohérents et aucune information n'a été donnée sur leurs procédures de routine. Roux et al. ont publié une analyse rétrospective en 2011 [14] portant sur 92 patients opérés de reprise. Les échantillons de tissus ont été prélevés entre 2003 et 2006 et examinés à l'aide de flacons contenant des billes de verre ajoutées. Les auteurs ont trouvé un nombre substantiel de micro-organismes associés à la PJI, mais là aussi, ils n'ont pas comparé ces données avec leur flux de travail de routine. Redanz et al. a d'abord utilisé un modèle expérimental avec un spécimen de porc inoculé artificiellement pour étudier l'efficacité de l'homogénéisateur de broyeur à billes Precellys Evolution. Les auteurs ont ensuite traité des échantillons cliniques à l'aide de tubes de 2 ml et analysé 22 échantillons de tissus de membranes périprothétiques et de synovie récupérés chez sept patients. Seuls cinq échantillons étaient positifs. Malgré cette quantité limitée de données, les auteurs ont donné une recommandation claire pour la procédure [15]. Il convient de noter que selon le fabricant, une capacité de charge allant jusqu'à 0,2 g de poids est recommandée pour les tubes de 2 ml. Dans notre expérience, ce volume est trop faible pour un diagnostic fiable, surtout si des infections de bas grade sont suspectées. Dans notre étude, environ 90 % des échantillons avaient au moins 5 à 10 fois ce poids. Ce n'est que récemment que Fang et al. ont démontré la supériorité de l'homogénéisation tissulaire pour le diagnostic de PJI, mais ont utilisé à titre comparatif des méthodes qui se sont déjà révélées non compétitives, comme les techniques manuelles ou le prétraitement des tissus par ultrasons [16]. Enfin, Yusuf et al. ont évalué la valeur diagnostique des échantillons de tissus prétraités avec un homogénéisateur par rapport à leurs procédures manuelles de routine. Étonnamment, les auteurs n'ont trouvé aucune différence significative entre les méthodes. La spéculation demeure quant à savoir si le programme sélectionné n'était pas adapté au traitement de ces échantillons de tissus spéciaux. Les auteurs n'ont pas non plus fourni d'informations sur la mesure dans laquelle ils ont effectué des tests préliminaires et pourquoi ils ont sélectionné le programme mentionné dans le matériel Sect. [17].

Même si nous avons démontré la justesse de deux techniques d'homogénéisation, notre étude présente certaines limites. Premièrement, nous avons accepté le biais selon lequel les chirurgiens pourraient attribuer eux-mêmes les échantillons, car le transfert dans un autre flacon du laboratoire, même sous flux d'air laminaire, présente un risque de contamination. Ce libre choix pourrait être la raison pour laquelle, dans sept cas, le traitement dans des conditions de routine a révélé des échantillons positifs supplémentaires par rapport au traitement par la méthode de broyage des billes. Mais même avec cette méthode, des échantillons positifs supplémentaires ont été trouvés dans quatre cas. Cependant, ces différences n'ont eu aucun effet sur l'évaluation globale. Deuxièmement, il n'y a pas d'étalon-or pour les procédures de traitement, ce qui rend les enquêtes très laborieuses, car toutes les étapes individuelles doivent être soigneusement validées. Dans notre étude, nous avons d'abord dû déterminer quel matériau de perle (acier, verre ou céramique) était le plus adapté à nos besoins. Ensuite, nous avons dû identifier à la fois le mélange approprié de tailles de billes pour une meilleure homogénéisation et la bonne vitesse de rotation sans affecter les bactéries. Sur la base de tests préliminaires, nous avons opté pour des billes en céramique. Le meilleur rapport d'homogénéisation et de récupération des bactéries a été obtenu à 7 200 tr/min en utilisant un mélange de billes de 2,8/5,0 mm. Cependant, à ≥ 8 000 tr/min, la température à l'intérieur de l'échantillon s'élevait à 60 °C et altérait la croissance bactérienne.

Un autre aspect qui n'a pas encore été systématiquement étudié est l'enregistrement du volume des échantillons de tissus examinés [4]. Notre suivi a montré une dépendance entre le volume et le taux de détection des pathogènes, mais aucune différence dans les méthodes utilisées. Cependant, si le poids était < 0,5 g, la méthode de broyage des perles avait tendance à donner de meilleurs résultats, bien que la proportion d'échantillons de tissus positifs soit la plus faible dans l'ensemble (tableau 2B). Même si les résultats n'étaient pas significatifs, l'utilisation de cette méthode pourrait avoir un effet positif sur le diagnostic arthroscopique préopératoire, en particulier des infections de bas grade, car le volume de biopsies est souvent limité.

Indépendamment de ce constat, nous travaillons sur des analyses PCR semi-quantitatives pour permettre une meilleure intégration du pouvoir informatif des procédures d'examen moléculaire dans le diagnostic en cas de résultats inattendus de culture négative (non terminé).

Avec cette étude, nous avons démontré que deux systèmes semi-automatisés différents permettent un traitement fiable des échantillons de tissus pour le diagnostic de PJI. Ces techniques devraient remplacer les méthodes manuelles encore largement utilisées, moins sensibles et plus sensibles à la contamination.

Selon la littérature, les performances et l'utilisabilité des appareils disponibles sur le marché diffèrent considérablement. Des études comparatives sont donc urgentes. Cette étude a également montré que le taux d'échantillons de tissus positifs est influencé par le volume et l'origine exacte de l'échantillon. Par conséquent, ces paramètres doivent toujours être enregistrés et communiqués dans le rapport de laboratoire car ils affectent la pertinence clinique. Il ne fait aucun doute que des procédures standardisées sont nécessaires pour rendre les résultats microbiologiques prévisibles et comparables et donner aux chirurgiens le plus haut niveau de certitude pour leur prise de décision.

Les ensembles de données générés et/ou analysés au cours de l'étude actuelle ne sont pas accessibles au public en raison de la protection de la vie privée des individus, mais sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

Høiby N, Bjarnsholt T, Moser C, Bassi GL, Coenye T, Donelli G, Hall-Stoodley L, Hola V, Imbert C, Kirketerp-Møller K, Lebeaux D, Oliver A, Ullmann AJ, Williams. C, pour le groupe d'étude ESCMID sur les biofilms (ESGB) et l'expert externe consultant Werner Zimmerli. Directive ESCMID pour le diagnostic et le traitement des infections par biofilm. Clin Microbiol Infect. 2015 ;21 : 1–25.

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N'est pas applicable.

Cette recherche n'a bénéficié d'aucune subvention spécifique de la part des bailleurs de fonds publics, commerciaux.

ou secteurs sans but lucratif.

MVZ Dr. Stein et ses collègues, Division de microbiologie, Tomphecke 45, D-41169, Mönchengladbach, Allemagne

Heime Rieber et André Frontzek

Clinique d'orthopédie et de chirurgie traumatologique, Hôpital Düren, Düren, Allemagne

Stephanie Heinrich, Bertram Barden, Thomas Kortstegge & ThomasServant

Service d'orthopédie et de chirurgie traumatologique, Hôpital Johanna Etienne, Neuss, Allemagne

Andreas Breil-Wirth, Mathias Herwig & Jörg Jerosch

Clinique d'orthopédie et de chirurgie traumatologique, hôpital Sana, Radevormwald, Allemagne

Ralf Pinkernell et Martin Ulatowski

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Tous les auteurs ont contribué à la conception et à la conception de l'étude. La préparation du matériel, la collecte et l'analyse des données ont été effectuées par HR, SH, ABW, MH et RP. HR a préparé tous les tableaux et SH a préparé la figure. La première ébauche du manuscrit a été rédigée par HR et tous les auteurs ont commenté les versions précédentes du manuscrit. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.

Correspondance à Heime Rieber.

Toutes les méthodes ont été réalisées conformément aux directives et réglementations en vigueur. L'étude a été approuvée par le comité d'éthique du Conseil médical général de la Rhénanie du Nord, Düsseldorf, Allemagne (n° de référence 2018145). Un consentement éclairé a été obtenu chez tous les sujets.

Tous les patients ont consenti à la publication, à condition qu'aucune donnée personnelle individuelle n'ait été divulguée.

Aucun des auteurs n'a de conflit d'intérêts.

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Réimpressions et autorisations

Rieber, H., Frontzek, A., Heinrich, S. et al. Évaluation de deux techniques d'homogénéisation semi-automatisées différentes dans le diagnostic microbiologique de l'infection articulaire périprothétique : dispersion vs méthode de broyage des billes. BMC Infect Dis 22, 790 (2022). https://doi.org/10.1186/s12879-022-07775-8

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Reçu : 12 septembre 2022

Révisé : 16 septembre 2022

Accepté : 04 octobre 2022

Publié: 17 octobre 2022

DOI : https://doi.org/10.1186/s12879-022-07775-8

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